- Oggetto:
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Corso Integrato di Tecniche di Laboratorio
- Oggetto:
Integrated Course of Laboratory Techniques
- Oggetto:
Anno accademico 2017/2018
- Codice dell'attività didattica
- BIO0012
- Docenti
- Prof. Ferdinando DI CUNTO (Titolare del corso)
Prof. Paola DEFILIPPI (Titolare del corso)
Prof. Massimo SANTORO (Assistente)
Prof. Giulia Caron (Titolare del corso) - Corso di studi
- Laurea Triennale in Biotecnologie
- Anno
- 3° anno
- Tipologia
- Per tutti
- Crediti/Valenza
- 14
- SSD dell'attività didattica
- BIO/11 - biologia molecolare
BIO/13 - biologia applicata
CHIM/08 - chimica farmaceutica - Modalità di erogazione
- Tradizionale
- Lingua di insegnamento
- Italiano
- Modalità di frequenza
- Obbligatoria
- Tipologia d'esame
- Scritto
- Prerequisiti
-
La comprensione dei contenuti dell'insegnamento richiede di aver acquisito solide basi relativamente a tutti gli insegnamenti previsti per i primi due anni del Corso di Studi.
To understand the contents of the teaching, Students will need to have acquired a solid basis of all the subjects that characterize the first two years of the Course of Studies. - Oggetto:
Sommario insegnamento
- Oggetto:
Obiettivi formativi
Lo scopo dell'insegnamento sarà di fornire un'ampia a aggiornata panoramica delle più importanti metodiche sperimentali utilizzate nell'ambito della ricerca biotecnologica di base e applicata. In particolare, il primo modulo (Chimica) fornirà le basi teoriche per la comprensione delle tecnologie spettroscopiche (come ad es. la fluorescenza) e delle loro applicazioni biologiche; inoltre questo modulo fornirà nozioni teorico pratiche per lo studio delle proteine mediante modellizzazione per omologia. Il Secondo modulo (Biologia Molecolare) fornirà le nozioni teorico/pratiche necessarie alla comprensione delle tecnologie di sequenziamento di seconda generazione, sia per quanto concerne la gererazione dei dati che la loro gestione e interpretazione bioinformatica. Il terzo modulo (Biologia Cellulare) fornirà le nozioni necessarie alla comprensione delle tecnologie cellulari e biochimiche e microscopiche correntemente utilizzate per lo studio della funzione genica e dei principali processi biologici. Un aspetto fondamentale dell'insegnamento sarà di mettere in evidenza come le diverse tecnologie affrontate possono essere integrate per rispondere a complessi quesiti biologici. A questo scopo verranno analizzati diversi casi di studio tratti dalla letteratura scientifica recente.
The aim of the teaching will be to give a deep and up to date overview of the most recent methodologies used within basic and applied biotechnological research. In particular, the first module (Chemistry) will give the theoretical basis necessary to understand the main spectroscopic techniques (ex. fluorescence) and their biological applications; moreover, this module will offer the theoretical/practical notions necessary to study protein structure through homology modeling. The second module (Molecular Biology) will give the theoretical and practical notions necessary to understand the second generation sequencing technologies, regard to both the generation and the bioinformatic interpretation of the data. The third module (Cellular Biology) will give the notions necessary to understand the cellular, biochemical anb microscopy technologies currently used for the study of gene function and of the principal biological processes. A fundamental aspect of the course will be to underscore how the treated technologies can be integrated to address complex biological questions. To this aim, different case-studies will be analyzed from the recent literature.
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Risultati dell'apprendimento attesi
Al termine dell'insegnamento, gli Studenti dovranno dimostrare di aver acquisito un'approfondita conoscenza delle basi teoriche su cui si fondano le metodiche sperimentali analizzate durante le lezioni frontali e le esercitazioni. Inoltre dovranno dimostrare di saper scegliere in modo appropriato le tecnologie necessarie alla soluzione di specifici quesiti biologici e di saperele integrare correttamente allo scopo.
At the end of the course, Students will need to have acquired a deep knowledge of the theoretical of the experimental methods analyzed during the lessons and the practical sessions. Moreover, they will need to know how to appropriately choose the technologies necessary to address specific biological questions, and how to integrate them to reach the aims.
- Oggetto:
Modalità di insegnamento
I tre quarti delle lezioni verrano svolte in forma frontale. Un quarto delle lezioni verrà svolta sotto forma di esercitazioni, aventi per oggetto l'esplorazione delle risorse integrative bioinformatiche disponibili in rete ed esercizi mirati alla soluzione di problemi pratici.
Three quarters of the lessons will be given in form of frontal lessons. One quarter of the lessons will consist of practical sessions, aimed at the exploration of the bioinformatic integrative resources available on the web and on problem-solving excercises.
- Oggetto:
Modalità di verifica dell'apprendimento
I concetti e le nozioni appresi dallo studente saranno verificati per mezzo di un'unica prova scritta,costituita da quattro sezioni corrispondenti ai quattro moduli dell'insegnamento. Il voto finale sarà espresso in trentesimi. La prova scritta prevede sia domande a risposta aperta sugli argomenti teorici, sia la soluzione di quesiti a carattere applicativo.
The concepts and the notions learned by the Students will be verified through a single written test, composed of four sections corresponding to the four modules of the course. The final score will be ginven in thirtieths. The written test will comprise both open questions on the theoretical topics of the course and the solution of applied problems.
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Attività di supporto
Le esercitazioni sulle risorse bioinformatiche verranno svolte al calcolatore nei laboratori informatici del Centro di Biotecnologie Molecolari.
The bioinformatics practical sessions will take place in the computer rooms of the Molecular Biotechnology Centre
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Programma
1. Chimica (Prof.ssa Caron)
- Misura del pH e tamponi di interesse fisiologico.
- La struttura 3D di una proteina: ricerca su database cristallografici (PDB), determinazione sperimentale tramite difrattometria e costruzione di un modello in silico tramite homology modelling.
- Spettroscopia UV-Vis e di fluorescenza: fattori sperimentali che influenzano gli spettri e loro interpretazione
- Metodi biofisici (fluorescent labeling or label free) e computazionali per la determinazione quantitativa dell’interazione farmaco-proteina.
2. Biologia Molecolare (Prof. Di Cunto)
- Tecnologie di sequenziamento di seconda generazione.
- Cenni sulle tecnologie di sequenziamento di terza generazione.
- Applicazione delle tecnologie di sequenziamento all'analisi del genoma.
- Applicazione delle tecnologie di sequenziamento all'analisi del trascrittoma.
- Tecnologie tradizionali per l'analisi della regolazione di singoli geni, a livello di interazione tra DNA e proteine.
- Applicazione delle tecnologie di sequenziamento all'analisi dell'epigenoma.
- Integrazione bioinformatica tra dati genomici, trascrittomici ed epigenomici mediante Genome Browsers.
- Principali problematiche e approcci integrati per lo studio delle basi molecolari del cancro.
- Principali problematiche e approcci integrati per lo studio delle basi molecolari delle malattie genetiche.
3. Biologia Cellulare (Prof.ssa Defilippi e Prof. Santoro)
- Le colture cellulari.
- Espressione di proteine d’interesse in batteri e in cellule eucariote: tecniche di trasfezione.
- Analisi delle proteine cellulari in vivo (localizzazione e funzione).
- Saggi funzionali nella biologia cellulare:
- Saggi di proliferazione
- Saggi di migrazione
- Saggi di invasione
- Tumorigenesi in vitro e in vivo
- Tecniche per l'analisi delle proteine:
- Elettroforesi (SDS-PAGE) e Western blotting.
- Tecniche cromatografie.
- Saggi di immunoprecipitazione.
- Saggi di attività chinasica di recettori di membrana e valutazione delle risposte segnalatorie nella cellula.
- Analisi di interazione di proteine cellulari in vitro mediante pull down assay.
- Analisi di interazione di proteine cellulari in vivo mediante FRET.
- Tecniche microscopiche:
- Microscopia a fluorescenza.
- Microscopia confocale.
- Microscopia time-lapse.
- Esempi di utilizzo di modelli animali in microscopia dinamica.
1. Cheminstry (Prof. Caron)
- Measurement of the pH and buffers of physiological interest.
- The 3D structure of a protein: database (PDB) retrieving, experimental determination by diffractometry and in silico model generation by homology modeling.
- UV-Vis and fluorescence spectroscopy: experimental factors that influence the spectra and their interpretation.
- Biophysical (fluorescent labeling or label free) and computational methods to quantitatively determine drug-protein interaction.
2. Molecular Biology (Prof. Di Cunto)
- Second generation sequencing technologies.
- Basics on third generation sequencing technologies.
- Application of second generation sequencing technologies to the analysis of genomes.
- Application of second generation sequencing technologies to the analysis of transcriptomes.
- Traditional technologies for the analysis of the regulation of single genes, at the level of DNA/protein interaction.
- Application of second generation sequencing technologies to the analysis of the epigenome.
- Bioinformatic integration between genome, transcriptome and epigenome data through Genome Browsers.
- Principal problems and integrated approaches for the study of the molecular bases of cancer.
- Principal problems and integrated approaches for the study of the molecular bases of genetic diseases.
3. Cellular Biology (Prof. Defilippi and Prof,. Santoro
- Cell cultures.
- Expression of proteins of interest in bacteria and in eukaryotic cells: transfection technologies.
- In vivo analysis of cellular proteins (localization and function).
- Functional assays in cellular biology:
- Proliferation assays.
- Migration assays.
- Invasion assays.
- In vitro and in vivo tumorigenicity assays.
- Protein analysis techniques:
- Electrophoresis (SDS-PAGE) and Western blotting.
- Chromatographic techniques.
- Immunoprecipitation assays.
- In vitro kinase assays of membrane receptors and evaluation of cell signaling responses.
- In vitro analysis of cellular proteins by pull down assays.
- In vivo analysis of cellular proteins by FRET.
- Microscopy techniques
- Fluorescence microscopy.
- Confocal microscopy.
- Time-lapse microscopy.
- Exemples of the use of animal models in dynamic microscopy.
Testi consigliati e bibliografia
- Oggetto:
Alberts, Biologia Molecolare della cellula, quinta edizione, Zanichelli
Verranno inoltre forniti articoli e review volti ad illustrare alcune delle tecniche trattate e la loro integrazione
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